Mol Cell | 柳三雄等揭示非经典PRC1激活转录并参与大脑发育的机制
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人体发育过程中形成的成百上千种细胞类型有着近乎一样的遗传信息（DNA），但却能演化出全然不同的细胞外形和功能。表观遗传机制（Epigenetics）调控的基因转录参与决定了每个细胞类型的特异基因表达谱【1,2】，并进而决定其形态及功能。在众多的表观遗传机制中，两类蛋白复合体PRC1 和PRC2参与了兼性异染色质（facultative heterochromatin）的建立和维持，这一过程在发育过程中至关重要【3,4】。长久以来，研究者们认为PRC1 和PRC2通过调节组蛋白修饰和染色质结构，主要参与维持基因转录的抑制状态。近年来越来越多的证据表明一类非经典PRC1（ncPRC1）出乎意料地参与基因转录的激活【5-7】，但具体的作用机制以及在发育过程中的作用还有待进一步研究。
2021年10月11日，纽约大学医学院/霍华德休斯医学研究所Danny Reinberg实验室（第一作者为柳三雄）在Molecular Cell杂志以长文形式在线发表了一篇题为“NRF1 association with AUTS2-Polycomb mediates specific gene activation in the brain”的研究论文。该研究详细阐述了非经典PRC1（ncPRC1）激活基因转录的分子机制。
Danny Reinberg实验室之前首次报道自闭症相关因子AUTS2是非经典PRC1（ncPRC1.3/1.5）的重要组成部分，正是由于AUTS2结合酪蛋白激酶CK2和转录共激活因子P300才使得非经典PRC1具备激活转录的特性【5】。本研究致力于更深入探讨这一机制。巧合的是，作者发现七位带有AUTS2突变的病例，他们的表型与AUTS2完全缺失所造成的病例表型大有不同，其中五位病人带有的AUTS2突变（造成AUTS2蛋白的单点突变或8个氨基酸缺失）位于其蛋白的一个小的功能域（HX repeat domain）[图1]。更重要的是这些病人在经外显子测序确定突变位点之前，被临床诊断为Rubinstein-Taybi syndrome（RSTS），一种主要由P300/CBP突变或缺失造成的多器官发育障碍【8】。考虑到之前报道的AUTS2和P300之间的相互作用，作者推定HX repeat domain是介导这一相互作用的关键部位。通过在内源AUTS2基因上引入相关突变以及一系列分子生化实验，作者证实HX repeat domain介导了AUTS2和P300的相互作用，以及由这一相互作用所引起的基因转录激活。
由于已发现的非经典PRC1（ncPRC1.3/1.5）的组成蛋白中并不含有能结合DNA的功能域，作者进一步探索了该复合物如何特异性地结合靶标基因。首先，针对AUTS2-PRC1结合的DNA位点的motif分析，发现转录因子NRF1结合DNA的motif显著富集。其次，大约75%的AUTS2结合的DNA位点和NRF1 结合位点重叠。最后， 通过比较AUTS2 在对照细胞和NRF1敲除细胞中的ChIP-Seq信号，发现AUTS2在其绝大多数目标位点的结合显著降低或消失。这些证据充分表明转录因子NRF1介导了AUTS2-PRC1在染色质上的定位。值得一提的是，NRF1条件性敲除的小鼠也表现出与RSTS类似的神经系统发育障碍。
最后作者初步探索了AUTS2的突变是如何引起疾病发生的。通过构建AUTS2敲除，内源性AUTS2基因突变或NRF1敲除的mESC，并进一步诱导神经元分化，结合最先进的单细胞测序技术（scRNA-Seq, smart-seq3）比较了最终分化形成的不同细胞类型的组成以及基因表达差异。这些实验表明上文所揭示的分子机制对于progenitor到neuron分化过程中所需要的基因转录激活至关重要，并为理解AUTS2 HX repeat domain的突变如何引起神经发育障碍提供了重要线索（下图）。
（该研究结论的示意图）
综上所述，该研究详细阐述了转录因子NRF1特异性地招募AUTS2-PRC1在染色质上的定位，并通过HX repeat domain所介导的AUTS2-P300相互作用决定了靶标基因的转录激活，这一过程对于大脑的正常发育至关重要。
该论文通讯作者为纽约大学医学院/霍华德休斯医学研究所研究员Danny Reinberg，第一作者为实验室博士后柳三雄。该研究得到西雅图儿童医院William B. Dobyns实验室，德克萨斯大学健康科学中心Chai-An Mao实验室的大力帮助。
原文链接：
https://doi.org/10.1016/j.molcel.2021.09.020
参考文献
1.Li, E. Chromatin modification and epigenetic reprogramming in mammalian development. Nat Rev Genet 3, 662–673 (2002).
2.Perino, M. & Veenstra, G. J. C. Chromatin Control of Developmental Dynamics and Plasticity.Developmental Cell 38, 610–620 (2016).
3.Trojer, P. & Reinberg, D. Facultative Heterochromatin: Is There a Distinctive Molecular Signature? Molecular Cell 28, 1–13 (2007).
4.Schuettengruber, B., Bourbon, H.-M., Di Croce, L. & Cavalli, G. Genome Regulation by Polycomb and Trithorax: 70 Years and Counting. Cell 171, 34–57 (2017).
5.Gao, Z. et al. An AUTS2–Polycomb complex activates gene expression in the CNS. Nature 516, 349–354 (2014).
6.Cohen, I. et al. PRC1 Fine-tunes Gene Repression and Activation to Safeguard Skin Development and Stem Cell Specification. Cell Stem Cell 22, 726-739.e7 (2018).
7.Loubiere, V., Papadopoulos, G. L., Szabo, Q., Martinez, A.-M. & Cavalli, G. Widespread activation of developmental gene expression characterized by PRC1-dependent chromatin looping. Science Advances 6, eaax4001 (2020).
8.Stevens, C. A. Rubinstein-Taybi Syndrome. in GeneReviews® (eds. Adam, M. P. et al.) (University of Washington, Seattle, 1993).